【协和医学杂志】前列腺癌体系突变及治疗研究进展
时间:2023-08-25 21:07:55 热度:37.1℃ 作者:网络
综 述
前列腺癌已成为最常见的男性恶性肿瘤之一,据统计,全球每年新增前列腺癌患者约140万,其中死亡患者约37万[1]。前列腺癌患者的临床表现和疾病预后具有个体差异,低危患者病程缓慢,死亡风险较低,而中高危患者预后较差,死亡风险较高。目前研究表明,前列腺癌的临床表现与基因突变相关[2],而体系突变作为前列腺癌基因突变的重要组成部分,随着高通量测序技术的发展,相关研究不断增多。本文就前列腺癌体系突变及治疗研究进展作一综述,以期为该疾病的诊断治疗提供借鉴。
1 前列腺癌基因突变
前列腺癌具有复杂的遗传异质性,单个患者的多个前列腺癌癌灶,以及不同患者间的前列腺癌均存在不同的基因改变方式,包括基因融合、基因突变、染色体结构改变等[3],其中最常见的基因融合为ERG基因融合,约50%的前列腺癌患者存在ERG-TMPRSS2融合基因[4],而SCHLAP1-UBE2E3融合基因在我国前列腺癌患者中最为常见[5];常见的基因突变包括SPOP、FOXA1、AR、TP53等多个基因;常见的染色体结构改变包括1p、6q、8p和9p区域缺失,1q、3q、7q和8q区域增加[6]。
高通量测序技术可将前列腺癌划分为一系列具有相关临床意义的分子亚型。癌症基因组图谱(TCGA)项目纳入333例原发性前列腺癌样本进行测序分析,根据疾病存在的特定基因融合或致癌驱动突变特点,将其中74%的样本划分为7个分子亚型,包括ERG(46%)、SPOP(11%)、FOXA1(3%)、IDH1(1%)、ETV1(8%)、ETV4(4%)和FLI1(1%),与转移性去势抵抗性前列腺癌(CRPC)比较,两者在基因突变亚型方面存在相似性,但原发性前列腺癌基因突变负荷和拷贝数改变明显升高,AR、PTEN、TP53等基因突变频率也显著增加[7],而在转移性去势敏感性前列腺癌中,AR和TP53基因的高表达往往预示不良的临床结局[8]。因此前列腺癌基因突变的差异与临床表现相关。
此外,不同种族罹患前列腺癌的风险及预后也与基因突变的差异相关[9]。黑种人前列腺癌死亡率是白种人的2倍与其存在更多的AR基因突变相关,而亚裔则存在更多的FOXA1和ZFHX3基因突变[10]。
中国前列腺癌测序研究纳入208例原发性前列腺癌样本,与西方既往研究对比发现,尽管ETS基因融合长期以来被视为前列腺癌的首要突变,但FOXA1基因突变为国人群体中最显著的突变,41%的样本中检测到FOXA1基因突变,此外最常见的基因融合为SCHLAP1-UBE2E3,占总群体的30%[11],因此不同种族前列腺癌基因突变虽然类似,但首要突变存在差异,这可能是中国患者与西方患者临床表现不同的潜在原因。
前列腺癌的发生存在多种不同的基因突变,目前的研究明确了其中具有特征性的突变类型。基因突变影响患者的临床结局,因此可作为该疾病预后的预测方式之一。
2 前列腺癌体系突变及治疗
体系突变是前列腺癌基因突变的重要组成部分。在前列腺组织逐渐发育成熟的过程中,一部分体系突变会导致前列腺癌的发生[12],且与肿瘤发生转移相关,因此可作为患者危险分级及预后预测的潜在依据。
2.1 基因融合
约50%的前列腺癌存在特异性基因融合[4]。基因融合可视为前列腺癌分子亚型之一,其中最常见的是ERG-TMPRSS2基因融合,融合基因也会涉及其他的ETS家族基因(如ETV1和ETV4)和雄激素调节基因(如SLC45A3和NDRG1)[7]。TMPRSS2编码由雄激素调控的跨膜蛋白在雄激素调节下表达上调,其上调会导致ERG基因的过度表达,从而导致前列腺癌的发生[13]。
ERG-TMPRSS2基因融合导致ERG基因异常激活,进而导致前列腺癌的发生发展,其下游效应成分是靶向治疗的潜在作用位点。研究表明,可溶性鸟苷酸环化酶(sGC)α1和β1亚基的表达均受ERG基因的直接特异性调节,并且与ERG-TMPRSS2融合表达显著相关。
sGC可催化环磷酸鸟苷(cGMP)的合成并激活蛋白激酶G,ERG显著提高了前列腺癌细胞中cGMP的合成,导致蛋白激酶G活化和细胞增殖增加,sGC抑制剂作为一种针对ERG-TMPRSS2融合阳性的靶向药物,能够抑制ERG-TMPRSS2融合阳性前列腺癌移植模型中的肿瘤生长[14]。
DNA损伤可通过GSK3b和WEE1介导的ERG苏氨酸-187和酪氨酸-190磷酸化诱导ERG-TMPRSS2癌蛋白降解,但PTEN基因缺失可导致其无法降解。因此,通过放疗损伤组织DNA能够靶向降解ERG-TMPRSS2癌蛋白,可作为ERG-TMPRSS2融合阳性而PTEN基因完整的前列腺癌的潜在治疗方法[15]。
2.2 SPOP基因突变
SPOP基因位于染色体17q21上,负责编码Cullin-3泛素连接酶底物蛋白,参与介导原癌基因泛素化和蛋白水解,SPOP作为抑癌基因,其突变可影响泛素与底物的结合降解,进而影响前列腺癌的发生[16]。约15%的前列腺癌存在SPOP基因突变,同时不伴有ERG-TMPRSS2基因融合,即两者为互斥的分子亚型[7]。因此两者作用的前列腺癌发生位点以及相应的治疗靶点也存在差异。
SPOP基因突变可激活并上调雄激素受体(AR)表达,其表达水平明显高于ERG-TMPRSS2融合阳性的肿瘤,因此AR表达上调已成为SPOP基因突变阳性前列腺癌的关键特征,其通过稳定组蛋白读取体ZMYND11降低ERG基因的转录活性,而ERG基因的过度表达可降解ZMYND11从而下调AR表达,减缓SPOP基因突变阳性前列腺癌的发生[17]。
因此,作为互斥的两种前列腺癌基因,需不同水平的AR信号激活才能获得最佳生长条件,在相同去势治疗下SPOP基因突变阳性前列腺癌的治疗效果更佳。
SPOP基因可通过多条信号通路促进前列腺癌的发生,并通过Nanog多泛素化和降解抑制胚胎干细胞及前列腺癌细胞的干细胞样表现。Pin1癌蛋白作为Nanog上游调节物,可降低SPOP基因对Nanog的识别,抑制Nanog降解[18]。因此,Pin1癌蛋白抑制剂可促进SPOP基因介导的Nanog降解,可能成为SPOP基因突变阴性前列腺癌患者的靶向治疗方式。
细胞分裂周期相关蛋白5(CDCA5)作为SPOP的降解底物,可促进前列腺癌细胞增生,与正常组织相比,CDCA5的mRNA和蛋白水平显著升高[19]。针对CDCA5的靶向抑制剂可作为SPOP基因突变阳性患者的潜在治疗方式。
2.3 FOXA1基因突变
FOXA1基因位于染色体14q21上,负责编码DNA结合蛋白,介导其他转录因子进入染色体,同时可与雄激素受体相互作用,参与雄激素调节相关基因的转录,是前列腺癌高频突变基因,也是前列腺癌进展为CRPC的关键因素[20]。FOXA1基因突变是中国前列腺癌患者群体中最常见的突变,约41%的前列腺癌样本存在这一突变[11]。
前列腺癌进展为CRPC,会对新一代抗雄激素药物恩扎鲁胺产生耐药性,其FOXA1突变频率也从4%升高至10%,并且出现特征性上皮间质转化(EMT)[21]。研究表明,FOXA1基因缺失会导致TGF-β通路中TGF-β3显著上调,进而加强前列腺细胞的EMT改变。
TGF-β受体抑制剂(galunisertib)能够在FOXA1基因突变患者中增强对恩扎鲁胺的敏感性,抑制CRPC肿瘤生长和转移[22]。而FOXA1中的一组顺式调节元件(CREs),例如与染色质相互作用的增强子和靶基因启动子,与前列腺癌发生相关,其下调可显著降低FOXA1的表达和前列腺癌细胞增殖,或可作为治疗FOXA1基因突变阳性前列腺癌的潜在方法[23]。
2.4 AR基因突变
AR基因位于染色体Xq12上,协同雄激素参与前列腺细胞的增殖分化。雄激素通过AR发挥类固醇激素相关作用,是前列腺癌中最重要的激活信号通路之一[24]。抗雄激素治疗,即去势疗法,是前列腺癌最常用的治疗方法,患者不同的治疗反应和疾病复发转移均与AR基因突变相关。
AR基因是CRPC肿瘤中最常见的重排基因之一,其基因重排以及点突变可促进多种AR突变体(AR-V)表达。具有AR基因重排的细胞系均表现出肿瘤特异性AR-V高表达,并且对恩扎鲁胺、阿帕他胺等抗雄激素药物具有一定的耐药性[25],因而具有AR突变的前列腺癌患者往往具有较高的临床治疗风险。
AR剪切变异体7(AR-V7)作为CRPC对恩扎鲁胺耐药性的关键驱动因素,其截短的受体结合域(LBD)无法与恩扎鲁胺顺利结合[26]。因此AR-V7可作为CRPC患者恩扎鲁胺耐药性以及疾病预后预测的生物标志物。
研究发现,RNF8基因在CRPC样本中同样高表达,并且与AR的mRNA表达呈正相关。RNF8基因可以上调c-Myc诱导AR转录,作为AR的共同激活剂促进AR-V7重排,RNF8基因缺失可抑制CRPC细胞增殖并减轻恩扎鲁胺耐药性,因此RNF8基因也可作为CRPC的潜在治疗靶点[27]。
2.5 TP53基因突变
TP53基因位于染色体17p13上,负责编码p53肿瘤抑制蛋白,在多种细胞应激情况下(如DNA损伤、纺锤体损伤等)发挥抑制细胞增殖的作用,其在维持细胞基因稳定及抑制癌症发生方面起到关键作用,TP53基因突变与前列腺癌的发生相关[28]。
TP53基因是前列腺癌最为常见的突变基因之一,且在不同临床分型的前列腺癌中占比不同。在转移性CRPC中,TP53基因相较于原发性前列腺癌,突变频率更高[7]。在行前列腺癌根治术患者中,也常检测到TP53基因突变,该突变的存在使患者生化复发风险显著增高[29]。TP53、RB1和PTEN联合缺失的前列腺癌患者往往预后较差,复发和死亡风险有所增加[30]。因此,TP53水平的变化与高危患者及临床预后具有一定相关性,但目前尚无针对TP53的靶向药物研究。
针我国未行去势治疗前列腺癌患者的基因研究显示,涉及PTEN、SPOP基因突变比例与西方人群相近,但TP53存在较高的突变频率(21/94)[31]。TP53和SPOP基因突变存在互斥关系,而SPOP突变亚型对抗雄激素药物有较好的反应,因而TP53基因突变与抗雄激素药物的耐药性有关[32]。
此外,TP53基因突变常伴随KMT2C突变,而KMT2C参与调节DNA损伤修复(DDR)[33]。20%的前列腺癌存在DDR基因突变,且在转移性样本中突变频率更高[34]。作为DDR基因突变同源重组(HR)修复途径靶点的多聚腺苷二磷酸核糖聚合酶(PARP)抑制剂则可延长患者的生存期[35],因此部分TP53基因突变对PARP抑制剂的治疗更为敏感。
AR、TP53基因突变往往预示着较差的疾病预后,可进行患者危险分级,采取不同强度的治疗策略。ERG基因融合、SPOP及FOXA1等基因突变阳性患者,可采用相应靶向药物结合去势治疗提高患者生存质量。
3 小结
综上所述,前列腺癌具有复杂的遗传异质性,目前研究表明前列腺癌存在ERG基因融合以及TP53、SPOP、FOXA1等特征性体系突变,其可作为前列腺癌患者危险分级及预后预测的潜在依据,并提供相应治疗策略,也可针对晚期转移性前列腺癌患者提供个体化临床治疗指导。针对不同基因突变类型的患者,可尝试选择相应有效靶向药物进行治疗。未来前列腺癌体系突变相关研究仍将不断深入,更加精确的疾病体系突变图谱将有助于前列腺癌的治疗。
参考文献
[1]Sung H, Ferlay J, Siegel RL, et al. Global Cancer Statistics 2020: GLOBOCAN Estimates of Incidence and Mortality Worldwide for 36 Cancers in 185 Countries[J]. CA Cancer J Clin, 2021, 71: 209-249.
[2]Eastham JA, Auffenberg GB, Barocas DA, et al. Clinically Localized Prostate Cancer: AUA/ASTRO Guideline, Part I: Introduction, Risk Assessment, Staging, and Risk-Based Management[J]. J Urol, 2022, 208: 10-18.
[3]Haffner MC, Zwart W, Roudier MP, et al. Genomic and phenotypic heterogeneity in prostate cancer[J]. Nat Rev Urol, 2021, 18: 79-92.
[4]Perner S, Mosquera JM, Demichelis F, et al. TMPRSS2-ERG fusion prostate cancer: an early molecular event associated with invasion[J]. Am J Surg Pathol, 2007, 31: 882-888.
[5]Zhu Y, Mo M, Wei Y, et al. Epidemiology and genomics of prostate cancer in Asian men[J]. Nat Rev Urol, 2021, 18: 282-301.
[6]Kaffenberger SD, Barbieri CE. Molecular subtyping of prostate cancer[J]. Curr Opin Urol, 2016, 26: 213-218.
[7]Abeshouse A, Ahn J, Akbani R, et al. The molecular taxonomy of primary prostate cancer[J]. Cell, 2015, 163: 1011-1025.
[8]Stopsack KH, Nandakumar S, Wibmer AG, et al. Onco-genic genomic alterations, clinical phenotypes, and outcomes in metastatic castration-sensitive prostate cancer[J]. Clin Cancer Res, 2020, 26: 3230-3238.
[9]Taitt HE. Global trends and prostate cancer: a review of incidence, detection, and mortality as influenced by race, ethnicity, and geographic location[J]. Am J Mens Health, 2018, 12: 1807-1823.
[10]Stopsack KH, Nandakumar S, Arora K, et al. Differences in Prostate Cancer Genomes by Self-Reported Race: Contributions of Genetic Ancestry, Modifiable Cancer Risk Factors, and Clinical FactorsRacial Differences in Prostate Cancer Genomes[J]. Clin Cancer Res, 2022, 28: 318-326.
[11]Li J, Xu C, Lee HJ, et al. A genomic and epigenomic atlas of prostate cancer in Asian populations[J]. Nature, 2020, 580: 93-99.
[12]Grossmann S, Hooks Y, Wilson L, et al. Development, maturation, and maintenance of human prostate inferred from somatic mutations[J]. Cell Stem Cell, 2021, 28: 1262-1274.
[13]Stjohn J, Powell K, Conley-Lacomb MK, et al. TMPRSS2-ERG Fusion Gene Expression in Prostate Tumor Cells and Its Clinical and Biological Significance in Prostate Cancer Progression[J]. J Cancer Sci Ther, 2012, 4: 94-101.
[14]Zhou F, Gao S, Han D, et al. TMPRSS2-ERG activates NO-cGMP signaling in prostate cancer cells[J]. Oncogene, 2019, 38: 4397-4411.
[15]Hong Z, Zhang W, Ding D, et al. DNA damage promotes TMPRSS2-ERG oncoprotein destruction and prostate cancer suppression via signaling converged by GSK3β and WEE1[J]. Mol Cell, 2020, 79: 1008-1023.
[16]Shoag J, Liu D, Blattner M, et al. SPOP mutation drives prostate neoplasia without stabilizing oncogenic transcription factor ERG[J]. J Clin Invest, 2018, 128: 381-386.
[17]Bernasocchi T, El Tekle G, Bolis M, et al. Dual functions of SPOP and ERG dictate androgen therapy responses in prostate cancer[J]. Nat Commun, 2021, 12: 1-18.
[18]Zhang J, Chen M, Zhu Y, et al. SPOP promotes nanog destruction to suppress stem cell traits and prostate cancer progression[J]. Dev Cell, 2019, 48: 329-344.
[19]Luo Z, Wang J, Zhu Y, et al. SPOP promotes CDCA5 degradation to regulate prostate cancer progression via the AKT pathway[J]. Neoplasia, 2021, 23: 1037-1047.
[20]Teng M, Zhou S, Cai C, et al. Pioneer of prostate cancer: past, present and the future of FOXA1[J]. Protein Cell, 2021, 12: 29-38.
[21]Gao S, Chen S, Han D, et al. Forkhead domain mutations in FOXA1 drive prostate cancer progression[J]. Cell Res, 2019, 29: 770-772.
[22]Song B, Park SH, Zhao JC, et al. Targeting FOXA1-mediated repression of TGF-β signaling suppresses castration-resistant prostate cancer progression[J]. J Clin Invest, 2019, 129: 569-582.
[23]Zhou S, Hawley J, Soares F, et al. Noncoding mutations target cis-regulatory elements of the FOXA1 plexus in prostate cancer[J]. Nat Commun, 2020, 11: 441.
[24]Aurilio G, Cimadamore A, Mazzucchelli R, et al. Androgen receptor signaling pathway in prostate cancer: from genetics to clinical applications[J]. Cells, 2020, 9: 2653.
[25]Li Y, Yang R, Henzler CM, et al. Diverse AR Gene Rearrangements Mediate Resistance to Androgen Receptor Inhibitors in Metastatic Prostate CancerAR Gene Rearrangements in Prostate Cancer[J]. Clin Cancer Res, 2020, 26: 1965-1976.
[26]Zhu Y, Dalrymple SL, Coleman I, et al. Role of androgen receptor splice variant-7 (AR-V7) in prostate cancer resistance to 2nd-generation androgen receptor signaling inhibitors [J]. Oncogene, 2020, 39: 6935-6949.
[27]Zhou T, Wang S, Song X, et al. RNF8 up-regulates AR/ARV7 action to contribute to advanced prostate cancer progression[J]. Cell Death Dis, 2022, 13: 1-15.
[28]Donehower LA, Soussi T, Korkut A, et al. Integrated analysis of TP53 gene and pathway alterations in the cancer genome atlas[J]. Cell Rep, 2019, 28: 1370-1384.
[29]Nientiedt C, Budczies J, Endris V, et al. Mutations in TP53 or DNA damage repair genes define poor prognostic subgroups in primary prostate cancer[J]. Urol Oncol, 2022, 40: 8. e11-8. e18.
[30]Hamid A, Gray P, Shaw G, et al. Compound Genomic Alterations of TP53, PTEN, and RB1 Tumor Suppressors in Localized and Metastatic Prostate Cancer[J]. Eur Urol, 2019, 76: 89-97.
[31]LIU Z, GUO H, ZHU Y, et al. TP53 alterations of hormone-naive prostate cancer in the Chinese population[J]. Prostate Cancer Prostatic Dis, 2021, 24: 482-491.
[32]Annala M, Vandekerkhove G, Khalaf D, et al. Circulating Tumor DNA Genomics Correlate with Resistance to Abiraterone and Enzalutamide in Prostate CancerctDNA and Resistance to AR-Targeted Therapy[J]. Cancer Discov, 2018, 8: 444-457.
[33]Rampias T, Karagiannis D, Avgeris M, et al. The lysine specific methyltransferase KMT 2C/MLL 3 regulates DNA repair components in cancer[J]. EMBO Rep, 2019, 20: e46821.
[34]Wei Y, Wu J, Gu W, et al. Germline DNA repair gene mutation landscape in Chinese prostate cancer patients[J]. Eur Urol, 2019, 76: 280-283.
[35]Messina C, Cattrini C, Soldato D, et al. BRCA Mutations in Prostate Cancer: Prognostic and Predictive Implications[J]. J Oncol, 2020, 2020: 4986365.